Введение

Антимикробная терапия сыграла решающую роль в лечении инфекционных
заболеваний человека в ХХ веке, так как благодаря использованию антибиотиков
существенно уменьшилась смертность людей от инфекции, сократились сроки
клинических проявлений заболеваний и число постинфекционных осложнений. Со
времени открытия пенициллина в 20-х года были разработаны и синтезированы
сотни антимикробных препаратов, десятки из которых в настоящее время
доступны для клинического применения.



Вместе с тем, использование антибиотиков не оказало существенного влияния на
частоту появления и распространения инфекций, на что возлагались большие
надежды в первые годы эры антимикробной терапии. Нерациональное применение,
а порой, и злоупотребление противомикробными препаратами, способствовало
эволюции микроорганизмов с развитием у них различных механизмов устойчивости
к действию антибиотиков. Вследствие этого, участились случаи неудач при
лечении инфекционных болезней антибиотиками.



Различают естественную (природную) и приобретенную устойчивость
(резистентность) микроорганизма к действию антимикробного агента.
Естественная устойчивость является видо- или родоспецифичной и является
стабильным признаком. Приобретенная устойчивость вначале формируется у
отдельных штаммов какого-либо вида или рода, а в дальнейшем возможно ее
широкое как внутри-, так и межвидовое распространение.



Генетические механизмы формирования устойчивости связаны либо с мутациями в
имеющихся генах микроорганизма, либо с приобретением микроорганизмом новой
для него генетической информации в результате конъюгации, трансдукции или
трансформации. Детерминанты резистентности могут на хромосомах, так и на
плазмидах.



Известны пять основных биохимических механизмов устойчивости:

 

• Недостаточная проницаемость клеточной стенки микроорганизма,
  ограничивающая поступление антибиотика к мишени клетки.


• Изменение или элиминация мишени действия антибиотика.


• Развитие микроорганизмом альтернативных ферментативных путей, которые
  не блокируются под воздействием антибиотика.


• Разрушение или инактивация препарата.

Активное выведение антибиотика из микробной клетки.



Появление все большего числа новых антибиотиков и увеличение числа штаммов с
приобретенной резистентностью требует ужесточения требований к
стандартизации существующих методов оценки антибиотикорезистентности и
разработки новых подходов к интерпретации результатов. Наиболее
принципиальные изменения в методологии оценки антибиотикорезистентности и
интерпретации результатов связаны с разработкой:

 

• концепции интерпретационного учета результатов оценки
  антибиотикочувствительности, основанной на моделировании генотипа
  исследуемого микроорганизма с последующей корректировкой данных,
  получаемых in vitro, и выдачей клинически ориентированных рекомендаций по
  лечению;


• концепции групповых препаратов, позволяющей существенно сократить
  объем исследований при получении достоверных результатов;


• системы контроля качества оценки антибиотикочувствительности,
  позволяющей существенно снизить вероятность получения ошибочных
  результатов;


• более детально обоснованных критериев оценки
  антибиотикочувствительности;


• жестких требований к составу питательных сред для оценки
  антибиотикочувствительности;


• эпсилометрического метода оценки антибиотикочувствительности.

Без учета перечисленных фактов в настоящее время невозможно получение
достоверных результатов оценки антибиотикочувствительности и,
соответственно, квалифицированное применение современных антибактериальных
средств.



Основной целью исследований антибиотикорезистентности является выявление
приобретенной устойчивости к антибактериальным препаратам у
природно-чувствительных к ним микроорганизмов. Подтверждение наличия у
микроорганизма природной чувствительности или устойчивости к антибиотикам не
является целью практических исследований.



Проведение исследований по оценке антибиотикорезистентности (определение
резистограммы микроорганизма) необходимо для решения двух основных задач:


1. Обоснования назначения оптимальной индивидуальной антибиотикотерапии для
конкретного больного.

2. Обоснования эмпирической антибиотикотерапии для отдельных нозологических
форм инфекционных болезней на основании данных эпидемиологического
мониторинга за уровнем антибиотикорезистентности микроорганизмов,
циркулирующих в конкретных регионах или учреждениях.

Исследованию подлежат как микроорганизмы, выделенные из патологического
материала, полученного от больных, так и выделенные из объектов внешней
среды.

Этапы проведения исследования по оценке антибиотикорезистентности приведены
ниже, содержание каждого из этапов будет рассмотрено в соответствующих
разделах.

1. Оценка целесообразности изучения антибиотикорезистентности выделенного
микроорганизма (определение показания для проведения исследования).

2. Выбор методов проведения исследования и контроля качества

3. Выбор антибактериальных препаратов, подлежащих включению в исследование,
его проведение, интерпретация результатов и выдача рекомендаций по лечению




 

1. Определение показаний для проведения исследований

Исследования антибиотикорезистентности показаны, если уровень устойчивости
микроорганизма к антибактериальным препаратам не может быть предсказан на
основании данных идентификации или вероятной таксономической принадлежности
микроорганизма.



Исследованию по оценке антибиотикорезистентности подлежат чистые культуры
микроорганизмов или материал изолированных колоний с плотных питательных
сред после первичного посева клинического образца, в последнем случае
параллельно необходимо провести идентификацию культуры.



Исследовать в практических целях микроорганизмы, для которых методы изучения
антибиотикорезистентности в настоящее время недостаточно стандартизованы или
отсутствуют обоснованные критерии оценки, не рекомендуется. Данные,
полученные при исследовании чувствительности, таких микроорганизмов не могут
служить основанием для назначения антибактериального препарата, если
соответствующая нозологическая форма не приведена в утвержденной инструкции
по его применению. С крайней осторожностью следует также оценивать факты
выявления резистентности у микроорганизмов, для которых этот феномен ранее
не был описан в научной литературе. Полученные штаммы рекомендуется
отправлять в референтные лаборатории и специализированные учреждения для
проверки.



Определение показаний для оценки антибиотикорезистентности микроорганизмов
является обязанностью врача-бактериолога.



Обязательному исследованию на антибиотикорезистентность подлежат все
микроорганизмы, выделенные из первично стерильных жидкостей, органов и
тканей человека.



Следует уделять внимание изучению антибиотикорезистентности микроорганизмов,
относящихся к таксономическим группам, для которых характерна высокая
частота распространения приобретенной устойчивости.



Микроорганизмы, проявляющие универсальную чувствительность к каким-либо
антибиотикам (случаев развития резистентности не описано) исследовать на
антибиотикорезистентность в повседневной практике не целесообразно,
например: Streptococcus pyogenes – все штаммы чувствительны к пенициллину.




 

2. Диско-диффузионный метод оценки антибиотикочувствительности

2.1. Принцип метода

Принцип диско-диффузионного метода (по Keurby-Bauer) основан на феномене
ингибиции антибиотиком поверхностного, видимого роста микроорганизмов на
плотной (агаровой) питательной среде. Градиент концентрации антибиотика в
питательной среде создается в результате его диффузии из носителя
(картонного диска). Диск с антибиотиком помещается на поверхность
питательной среды немедленно после посева (инокуляции) культуры исследуемого
микроорганизма. При этом практически одновременно начинаются два процесса:
диффузия антибиотика из диска и рост микроорганизмов на поверхности среды. С
практической точки зрения важно то, что от диска к периферии происходит
движение “фронта” концентрации антибиотика, равной его МПК в отношении
исследуемого микроорганизма.



Особенностью роста микроорганизмов на питательных средах является наличие
лаг-фазы – периода времени, в течение которого происходит адаптация культуры
к новой среде. По окончании лаг-фазы рост культуры исследуемого
микроорганизма начинается в тех областях, где концентрация антибиотика еще
не превысила минимальную подавляющую. Таким образом, чем длиннее лаг-фаза у
данного микроорганизма, тем большим окажется диаметр зоны ингибиции роста
вокруг диска с антибиотиком. Диско-диффузионный метод в настоящее время
стандартизован только для “быстрорастущих” микроорганизмов (формирующих
гомогенный сплошной рост – “газон” через 18 – 20 ч инкубации.



Учитывая закономерности зонообразования очевидно, что для получения с
помощью диско-диффузионного метода воспроизводимых результатов необходима
стандартизация всех этапов исследования.

 

• Приготовление и состав питательной среды


• Приготовление суспензии исследуемого микроорганизма заданной
  концентрации


• Минимизация интервала времени между инокуляцией микроорганизма и
  нанесения на поверхность среды дисков.


• Соблюдение температурного и временного режима инкубации.

2.2. Методика проведения исследования

2.2.1. Приготовление питательной среды Мюллера Хинтона

Агаровая среда Мюллера Хинтона представляет собой стандартную питательную
среду соответствующую нормам ВОЗ.

на 1000 мл дистиллированной воды:

- Лиофилизат настоя, приготовленного из 300 гр. говяжьего мяса

- Гидролизат казеина: 17,5 г

- Кукурузный крахмал: 1,5 г

- Агар-агар: 10 г

- рН 7,3 ± 0,1 после автоклавирования



Содержание двухвалентных катионов

 

• ионов Mg2+ содержится от 20 до 35 мг/л.


• ионов Са2+ содержится от 50 до 100 мг/л.

Концентрация тимидина • должна быть меньше 50 нг/л

Агар Мюллера Хинтона выпускается микробиологическими фирмами производителями
(в частности фирмой bioMerieux*) в нескольких видах (см. Приложение 1) :

 

• в чашках Петри, готовых к использованию, с добавками для роста
  микроорганизмов со сложными питательными потребностями или без них.


• во флаконах различного объема, содержимое которых необходимо
  растапливать и разливать в лаборатории по чашкам Петри


• в сухом виде для приготовления среды в лабораторных условиях

При использовании питательной среды, разлитой в чашки Петри в заводских
условиях, необходимо лишь выполнять рекомендации изготовителя по условиям
хранения и сроку годности.



При приготовлении питательной среды в лабораторных условиях необходимо
руководствоваться инструкцией изготовителя, после чего разлить расплавленную
среду в чашки Петри.



Перед заполнением расплавленной средой чашки Петри устанавливают на строго
горизонтальную поверхность (выверенную по уровню, без впадин и выпуклостей).
Глубина агарового слоя в чашке должна быть 4.0 мм, что достигается при
внесении 25 – 30 мл расплавленного агара в чашку диаметром 100 мм или 60 –
70 мл в чашку диаметром 150 мм. Соблюдение указанных предосторожностей
необходимо в связи с тем, что размер и форма зоны ингибиции роста зависят от
глубины и равномерности агарового слоя.



После заполнения чашки оставляют при комнатной температуре для застывания.
При использовании свежеприготовленных чашек перед инокуляцией их необходимо
подсушить, что достигается инкубацией при 37°С с приоткрытой крышкой в
течение 10 – 20 мин.



Хранить чашки можно запаянными в полиэтиленовые пакеты при +4 – +8°С, в
течение 7 – 10 сут. При использовании чашек после хранения в холодильнике их
также необходимо подсушить в течение 10 – 20 мин при 37°С с приоткрытой
крышкой.



Перед инокуляцией необходимо проконтролировать отсутствие конденсата
жидкости на внутренней поверхности крышек.



 

2.2.2. Контроль качества питательной среды

Наиболее приемлемым для практических лабораторий способом контроля качества
питательных сред является оценка чувствительности референтных штаммов с
последующим сравнением полученных результатов с паспортными данными штамма.




В первую очередь необходимо использовать штамм Pseudomonas aeruginosa ATCC
27853. Среду следует считать удовлетворительной по качеству, если диаметр
зоны ингибиции вокруг диска, содержащего 10 мкг гентамицина находится в
пределах 16 – 21 мм. Выбор гентамицина для контроля качества связан с тем,
что аминогликозидные антибиотики наиболее чувствительны к колебаниям
концентрации двухвалентных катионов.



Для контроля среды на наличие антагонистов сульфаниламидных препаратов и
триметоприма рекомендуется использовать штамм Enterococcus faecalis ATCC
29212. При величине зоны ингибиции вокруг диска, содержащего 1.25/23.75 мкг
триметоприма/сульфаметоксазола 20 мм и более среду следует признать
удовлетворительной по качеству.



 

N.B.

Количественная оценка при интерпретация зон подавления роста, основанная на
использовании агара Мюллера Хинтона, не всегда применима к другим средам,
например, часто используемой среде АГВ.



 

2.2.3. Диски с антибиотиками

Диски выпускаются фирмами-производителями (в частности фирмой bioMerieux*) в
стандартной упаковке (см. Приложение 1) с 50 дисками или в стандартной таре, содержащей 4, 10 или
18 упаковок. Упаковки удобны для пользователя, герметичны, содержат
поглотитель влаги.



Диаметр дисков, согласно рекомендациям ВОЗ, составляет 6,35 мм. На каждый
диск нанесена аббревиатура, состоящая из 1, 2 или 3 букв. Хранить диски
необходимо в сухом месте при + 2-8°С



 

2.2.4. Приготовление материала для инокуляции и посев

Для приготовления инокулята используют 18 – 20-ти часовую агаровую или 5 –
6-ти часовую бульонную культуру исследуемого микроорганизма. Суспензию из
агаровой культуры или бульонную культуру доводят до мутности стандарта 0.5
McFarland и разводят еще в 10 раз изотоническим раствором хлорида натрия
(конечная концентрация 1 – 2 х 10₇ КОЕ/мл). Для стандартизации
суспензии возможно также использовать спектрофотометр, руководствуясь
паспортными данными прибора или инструкцией по его применению.



Приготовленный таким образом инокулят наносят в количестве 1 – 2 мл на
поверхность чашки Петри с питательной средой, равномерно распределяют по
поверхности покачиванием и удаляют избыток жидкости пипеткой. Приоткрытые
чашки подсушивают при комнатной температуре в течение 10 – 15 мин.



Однако более практичным способом инокуляции является использование
коммерческих стерильных ватных тампонов. Тампон необходимо погрузить в
суспензию микроорганизма, избыток влаги удаляют отжимая тампон о стенку
пробирки. Инокуляцию на поверхность агаровой среды проводят штриховыми
движениями, периодически поворачивая чашку Петри на 60°.



 

2.2.5. Аппликация дисков

Разместить диски с соответствующими антибиотиками на поверхности агара,
выдерживая расстоянии 15 мм от края чашки и не менее 30 мм между дисками.




Расстояние между центрами дисков (30 мм) позволяет обычно избегать
интерференции между антибиотиками, но иногда в антибиограмме может быть
обнаружен синергизм или антагонизм. Так, расположенные на расстоянии больше
60 мм между центрами, диски с триметопримом и с сульфамидом определяют
чувствительность каждый к своему препарату. При расположении их на более
близком расстоянии наблюдается эффект синергизма при слиянии зон
просветления. Синергизм (несимметричные зоны) могут также наблюдаться в
случае устойчивости к одному или другому из компонентов.



Для обеспечения хорошей постоянной диффузии антибиотика плотно прижать
каждый диск к поверхности агара.



Оптимизировать стадию аппликации можно с помощью диспенсеров
(распределителей дисков), которые выпускают различные микробиологические
фирмы.



 

2.2.6. Оценка результатов

После окончания инкубации чашки помещают кверху дном на темную матовую
поверхность так, чтобы свет настольной лампы падал на них под углом в 45°
(учет в отраженном свете). Диаметр зон задержки роста с учетом диаметра
самого диска измеряют с точностью до 1 мм, предпочтительнее пользоваться
штангенциркулем или кронциркулем. При измерении зон задержки роста следует
ориентироваться на полную ингибицию видимого роста. Не следует обращать
внимания на очень мелкие колонии, выявляемые в пределах зоны задержки роста
только при особых условиях освещения или увеличении, и едва заметный налет у
края зоны. Крупные колонии, выявляемые в пределах четкой зоны ингибиции
роста, свидетельствуют о наличии посторонней микрофлоры или о
гетерорезистентности популяции, в этом случае необходима повторная
идентификация и повторение исследования на антибиотикорезистентность.



При оценке антибиотикорезистентности роящихся штаммов протея, зона задержки
роста может быть затянута тонкой вуалеобразной пленкой, которая не мешает
установлению границы зоны.



При оценке резистентности к сульфаниламидам и их комбинации с триметопримом
границу зоны ингибиции роста следует учитывать на уровне ингибиции роста на
80%. Это связано с тем, что под действием этих препаратов перед полной
ингибицией роста возможно завершение 1 – 2-х циклов пролиферации
микроорганизма.



В отличие от описанного выше метода учета результатов, при оценке
антибиотикорезистентности стафилококков в отношении оксациллина необходимо
учитывать и самые мелкие колонии, выявляемые в пределах четкой зоны
ингибиции роста.



Для интерпретации полученных результатов используют таблицы, в которых
приведены пограничные значения зон ингибиции роста, позволяющие отнести
исследуемую культуру микроорганизма к одной из трех категорий:
“чувствительный”, “промежуточный”, “устойчивый”.



1. При отнесении штамма к категории “чувствительный” предполагается, что
лечение инфекционной болезни, вызванной данным микроорганизмом,
соответствующим антибиотиком в обычных терапевтических дозах будет, скорее
всего, успешным.

2. При отнесении штамма к категории “промежуточный” предполагается, что
лечение инфекционной болезни, вызванной данным микроорганизмом,
соответствующим антибиотиком может быть успешным лишь при использовании
повышенных доз препарата или при локализации инфекции в тех локусах
человеческого организма,где антибиотик способен концентрироваться в силу его
фармакокинетических особенностей (моча).

3. При отнесении штамма к категории “резистентный” предполагается, что
лечение инфекционной болезни, вызванной данным микроорганизмом,
соответствующим антибиотиком даже в повышенных дозах будет, скорее всего,
неудачным.



Поскольку диаметр зоны ингибиции роста исследуемого микроорганизма,
получаемый при постановке диско-диффузионного метода в определенных пределах
жестко связан с величиной МПК антибиотика, каждому пороговому значению МПК
соответствует определенная пороговая величина диаметра зоны ингибиции роста.




Однако в некоторых случаях корреляции между величиной МПК и диаметром зоны
ингибиции роста не наблюдается (бета-лактамные антибиотики и пневмококки), в
такой ситуации для оценки чувствительности необходимо использовать метод
серийных разведений, диско-диффузионный метод не приемлем.



Необходимо обратить внимание на то, что для различных микроорганизмов
критерии чувствительности к одним и тем же антибиотикам могут различаются.




 

3. Рекомендации по подбору антибиотиков для включения в исследование
различных микроорганизмов и критерии интерпретации результатов

3.1 Общие рекомендации

Основой для выбора антибактериальных препаратов, подлежащих включению в
исследование, являются данные о природной устойчивости или чувствительности
отдельных микроорганизмов или их групп, о распространении среди них
приобретенной резистентности, а также о клинической эффективности
антибиотиков.



В исследование целесообразно включать антибактериальные препараты,
обладающие природной активностью в отношении выделенных микроорганизмов и
клинически подтвержденной эффективностью при соответствующих инфекциях.



Антибиотики разделены на две группы: подлежащие изучению в первую очередь
(группа А) и дополнительные (группа В). Формирование стандартных наборов
антибиотиков, используемых для изучения антибиотикорезистентности
микроорганизмов (определения резистограмм) в конкретных учреждениях является
задачей врача-бактериолога, для ее решения необходимо привлекать врачей
клинических специальностей.



Кроме спектра микробиологической активности препаратов, необходимо учитывать
фармакокинетические, токсикологические и экономические параметры, а также
особенности тактики терапии в конкретном учреждении. Необходимо учитывать
также локализацию и тяжесть инфекции, например, при тяжелых и крайне тяжелых
генерализованных инфекциях нецелесообразно изучать устойчивость к
пероральным антибактериальным препаратам, бактериостатикам.



 

3.2. Оценка антибиотикорезистентности Enterobacteriaceae

Представители семейства Enterobacteriaceae являются одними из ведущих
этиологических агентов как внебольничных, так и нозокомиальных инфекций. Для
них характерно крайнее разнообразие возможных механизмов резистентности к
антибиотикам. Целесообразность формирования отдельного набора для изучения
указанной группы микроорганизмов определяется тем, что спектр природной
чувствительности к антибиотикам представителей семейства Enterobacteriaceae
отличается от спектра чувствительности других таксономических других групп
грамотрицательных микроорганизмов.



Набор для определения резистограммы представителей семейства
Enterobacteriaceae следует формировать, учитывая тот факт, что их
ориентировочная групповая идентификация достаточно легко осуществляется на
основании оценки культуральных свойств (рост на селективных средах) и
результатах оксидазного теста. Это позволяет в значительной части случаев
проводить исследование с материалом, полученным после инкубации первичного
посева.



Самостоятельные наборы антибиотиков следует использовать для определения
резистограмм:

 

• микроорганизмов, выделенных при гнойно-воспалительных заболеваниях
  различной локализации;


• возбудителей кишечных инфекций (Shigella, Salmonella, Escherichia);
  


• микроорганизмов, выделенных при инфекциях мочевыводящих путей.

Необходимость такого разделения связана с особенностями фармакокинетики
отдельных антибиотиков в желудочно-кишечном тракте и мочевыводящих путях, а
также различиями в их клинической эффективности.



Из практических соображений набор антибиотиков для оценки резистентности
возбудителей инфекций мочевыводящих путей целесообразно формировать с учетом
этиологической роли стафилококков и энтерококков. Учитывая этот факт,
принципы подбора препаратов для изучения резистентности возбудителей
мочевыводящих путей будут рассмотрены отдельно.



 

3.2.1. Оценка антибиотикорезистентности Enterobacteriaceae: возбудителей
гнойно-воспалительных заболеваний

А) Препараты первого ряда

Основу лечения гнойно-воспалительных заболеваний, вызываемых представителями
семейства Enterobacteriaceae, в настоящее время составляют b-лактамные
антибиотики. Однако для этих микроорганизмов характерно широкое
распространение устойчивости, связанной с продукцией различных b-лактамаз
(плазмидных широкого и расширенного спектров, а также хромосомных).



Препаратами альтернативными b-лактамам являются аминогликозиды и
фторхинолоны.



В первую очередь в исследование необходимо включать:

 

• аминопенициллины;


• комбинированные препараты на основе полусинтетических пенициллинов и
  ингибиторов беталактамаз (защищенные аминопенициллины –
  ампициллин/сульбактам или амоксициллин /клавулановую кислоту);


• цефалоспорины I или II поколения;


• цефалоспорины III поколений;


• аминогликозид (наиболее целесообразно гентамицин);


• фторхинолон.

Выбор цефалоспоринов I или II поколений должен определяться
локальными данными об этиологической структуре инфекций и уровне
антибиотикорезистентности их возбудителей. При изучении
антибиотикорезистентности Enterobacteriaceae – возбудителей госпитальных
инфекций целесообразность включения цефалоспоринов I – II поколений
проблематична.



Б) Дополнительные препараты



Включение в набор для исследования дополнительных антибиотиков, прежде
всего, определяется тяжестью и локализацией инфекции.



При подборе антибиотиков для лечения инфекций легкой и средней степеней
тяжести в исследование целесообразно включать сульфаниламидные
препараты, цефалоспорины для орального применения, тетрациклины.



В случае тяжелых, крайне тяжелых и, особенно, госпитальных инфекций в
исследование целесообразно включать карбапенемные препараты,
цефалоспорины IV поколения, уреидопенициллины, комбинированные препараты
(типа цефоперазон/сульбактам и пиперациллин/тазобактам), несколько
аминогликозидов.



Особое внимание следует уделять интерпретации результатов оценки
антибиотикочувствительности. Полученные результаты необходимо сопоставлять с
данными о природной чувствительности микроорганизмов и возможном
распространении среди них приобретенной резистентности.



К цефалоспоринам I поколения из энтеробактерий природной
чувствительностью обладают лишь E.coli, P. mirabilis. Несмотря на наличие у
этих антибиотиков активности in vitro в отношении Salmonella spp. и Shigella
spp. указанные антибиотики при лечении кишечных инфекций в клинике мало
эффективны.



Цефалоспорины II поколения обладают более широким спектром активности
за счет Klebsiella spp., активность в отношении микроорганизмов группы
Enterobacter spp, Citrobacter spp., Serratia spp. невысокая и непостоянная.




Природная чувствительность представителей семейства Enterobacteriaceae, в
отличие от псевдомонад, ко всем цефалоспоринам III поколения
практически одинакова, наблюдается также выраженная перекрестная
резистентность между отдельными представителями этой группы антибиотиков.
Однако на практике встречаются ситуации, когда при использовании
существующих критериев микроорганизм (чаще всего E. coli и Klebsiella spp.)
следует оценивать как чувствительный к одним из цефалоспоринов III, но
устойчивый к другим. Такой фенотип чаще всего связан с продукцией
микроорганизмом БЛРС (b-лактамазы расширенного спектра). Штамм следует
рассматривать как подозрительный на продукцию БЛРС также при следующих
значениях диаметров зон ингибиции роста вокруг диска хотя бы с одним из
цефалоспоринов III поколения:



Цефподоксим <= 22

Цефтазидим <= 22

Азтреонам <=27

Цефотаксим <= 27

Цефтриаксон <= 25



В отношении штаммов, подозрительных на продукцию БЛРС, все цефалоспориновые
антибиотики следует рассматривать как неэффективные, о чем необходимо
сообщать в клинику.



При выдаче результатов оценки чувствительности микроорганизмов группы
Enterobacter, Citrobacter, Serratia, Morganella, Providencia, необходимо
указывать, что при использовании цефалоспоринов III поколения для лечения
генерализованных инфекций, вызываемых этими микроорганизмами, в процессе
терапии возможно развитие резистентности.



При интерпретации результатов оценки устойчивости к аминогликозидам
следует ориентироваться на следующие особенности. Широкий субстратный
профиль аминогликозидмодифицирующих ферментов, возможность продукции
микроорганизмами семейства Enterobacteriaceae одновременно нескольких
энзимов приводят к частой перекрестной резистентности между отдельными
препаратами. На основании данных о чувствительности или устойчивости
исследуемого грамотрицательного микроорганизма к одному или нескольким
аминогликозидам прогнозировать уровень резистентности к другим антибиотикам
этой группы практически невозможно.



Интерпретация результатов оценки резистентности к хинолонам, как
правило не вызывает затруднения. Штаммы, устойчивые к нефторированным
хинолонам, могут сохранять чувствительность к фторированным. Значительная
часть штаммов, устойчивых к норфлоксацину сохраняет чувствительность к
другим фторхинолонам. На практике можно считать, что между ципрофлоксацином,
офлоксацином и ломефлоксацином имеется полная перекрестная резистентность.
Часть штаммов, устойчивых к пефлоксацину, может сохранять чувствительность к
перечисленным препаратам.



В качестве минимального набора для оценки антибиотикочувствительности
энтеробактерий можно рекомендовать следующий:

 

• ампициллин;


• защищенный аминопенициллин;


• цефотаксим или цефтриаксон;


• цефтазидим;


• гентамицин;


• ципрофлоксацин.